Pilze: Kurze Frage, schnelle Antwort

[tsorp]

wilkommen im forum... mush love

[Supermagicmario]

Wünsche allen noch ein gutes neues jahr

Habe eine kurze frage zur beschriftung von petris und flümys.. Ich habe aus einer sporenspritze petris gemacht. Aus einzelnel rizomorphen individuen habe ich ebenfalls nochmals neue petris und nebenbei noch flümys gemacht. Heisst dass dann: spritze auf petri = 1# / 2# /3# usw.. Von diesen der transfer(heisst in petri oder flümy) heissen dann 1#t1 /1#t2 / 2#t1 usw..? Oder bin ich da schon zu weit und die spritze ist die 1#? Gibt es noch weitere kürzel/Bezeichnungen?

[Supermagicmario]

Ich habe ebenfalls noch eine zusätzliche frage. Ich habe aus einer älteren petri ca. 2monate, die ich bereits mehrmals für flümys benutzt wurde und jetzt kleine pilze hatte ein klon versucht herzustellen. Ich habe diesen in 3% h2o2 getaucht für ca 30 sek. Und dan in flümy transferiert. Doch beide versuche waren kontaminiert.
hatte ich bereits eine zu kontaminierte petri und habe ich diese zu wenig lange untergetaucht oder zu lange oder in falscher konzentration H202? Wie macht ihr(welche damit arbeiten) sowas?
Bin mir auch nicht sicher ob beim tranfer sauber gearbeitet war und mit welcher box.. Mache gerade versuche mit oder ohne handschuhen. Für mich klapp es besser mit, da die handgriffe noch nicht ganz sitzen und ich doch noch grosse bewegung in der box habe.

[HB-A]

Hey S.
beantwortet zwar Deine Fragen nicht,
doch die Idee/Tek finde ich Klasse, weil simpel:

https://www.youtube.com/watch?v=dS9-K8sH868&t=5s

[fuchs]

... mit den Beschriftungen hab ich mich auch längere Zeit auseinandergesetzt und letztlich ein System gefunden, dass zwar etwas steif wirkt, aber für mich alles abdeckt.

GT 2024-01-02 1.1.4

• GT ... willkürlich gewählte Abkürzung für die Spezies oder den Strain. In dem Falle Golden Teacher.
• 2024-01-02 ... Startdatum der aktuellen Kultur
• 1.1.4 ...
  • erste Ziffer: Reihe eins dieser GT-Kultur. Ganz praktisch, um Kulturen auf ihren genetischen Ursprung zurückzuverfolgen. Bleibt bei allen weiteren Transfers gleich.
  • Zweite Ziffer: Laufende Nummer der Kultur ... wenn ich von einer Petri auf 3 weitere transferiere, wird dann 1.1.5, 1.2.5 und 1.3.5 draus.
  • Und die letzte Nummer ist einfach die Anzahl der erfolgten Transfers.

Und um bei den etlichen Kulturen nicht den Überblick zu verlieren, hab ich mir in Excel noch ne Art Stammbaum oder auch Inventurliste gemacht, dass sich die Spuren der Genetics zurückverfolgen lassen.



Was die Sauberkeit von Klonen betrifft, find ichs immer etwas frickelig. Hab bisher gar keine Erfahrung mit Wasserstoffperoxid. Dafür aber mit Kontis =)
Die Technik mit der Stanzbiopsie finde ich tatsächlich ganz nice: Würde vorher den Pilz noch in Faserrichtung aufreißen, da auf der Oberfläche safe Kontis zu finden sind. Dann mit der auf die Spritze gesetzten Kanüle drehend in den Pilz eindringen und einmal ordentlich am Kolben reißen - schon hat man ein Fitzelchen in der Spritze drin. Es empfielt sich natürlich, zuvor etwas steriles Wasser (oder aufgezogenes Flümy) in selbiger zu haben, dass man die Probe dann auch wieder mit der Flüssigkeit nach draußen befördern kann.

Hatte bisher 2x versucht, das Ganze direkt in Flümy zu bringen, das ging aber tatsächlich gar nicht von der Sauberkeit her. Bin dann eher dazu übergegangen, anzunehmen, dass Klone erstmal in jedem Fall kontaminiert sind. Daher kein Transfer mehr in Flümy, sondern erstmal so lange auf Agar, bis man ne saubere Kultur hat und diese dann in Flümy transferieren kann.

Hat beim letzten Mal so 2-3 Transfers gebraucht, bis das Coweb endlich mal beschlossen hat, nicht jedesmal mit auf den neuen Agar umzuziehen. Habe in diesem Fall auch schon Leute gesehen, die den zu klonenden Pilz vorher von außen mit Sprühdesi malträtieren - meine Erfahrung ist allerdings dann, dass das Handling mit der Frucht dann eher anstregend, weil feucht und schwammig und rutschig, wird.
Die Verwendung von H²O² hab ich bisher nur im Zusammenhang mit von Coweb befallenen Agarplates (siehe Shroomok) gesehen. Das hilft wohl, um einen derartigen Befall einzudämmen. Fuhr aber bisher ganz gut damit, einfach augenscheinlich nicht kontaminierte Bereiche zu isolieren und zu transferieren.

[Dr_Frankenstein]

Wünsche allen noch ein gutes neues jahr

Habe eine kurze frage zur beschriftung von petris und flümys.. Ich habe aus einer sporenspritze petris gemacht. Aus einzelnel rizomorphen individuen habe ich ebenfalls nochmals neue petris und nebenbei noch flümys gemacht. Heisst dass dann: spritze auf petri = 1# / 2# /3# usw.. Von diesen der transfer(heisst in petri oder flümy) heissen dann 1#t1 /1#t2 / 2#t1 usw..? Oder bin ich da schon zu weit und die spritze ist die 1#? Gibt es noch weitere kürzel/Bezeichnungen?

Also ich würde einer Sporenspritze keine Nummer geben.
Nummerieren würde ich die Kulturen.
Spritze->10 petris #1 -#10
#1-#10 -> jeweils 10 Petris #1_1 #1_2

In der Regel selektiert man ja sowieso immer schalen aus/ es kontaminiert was oder wächst nicht an , schlechter wuchs/whatever..

Gerade bei sporenspritzen-> Agar ist mit mehr Ausfall zu rechnen,
Da es schwierig ist für die Sauberkeit der spritzen / sporenabdrücken zu garantieren, desweiteren geht zumindest für mich persönlich bei flüssigen Medien ->Agar am meisten schief. Zuviel flüssigkeit auf die Schale und schon hat man den Schleim auf der Platte ein paar Tage später.


Um aufs nummerieren zurückzukommen,
Klar, macht total Sinn, aber übertreibs nicht,
Ich mache das meistens so,
Das ich in batches arbeite.
Sprich ich mach einmal 20 schalen fertig,
Lade die in eine Kiste, auf welche dann einmal ein Datum kommt mit art/Gattung und ob es ein Sporen oder Kulturtransfer war, und nach zwei, eher drei Tagen überprüfe ich dann wie es aussieht mit diesem batch.
Meistens läuft es bei mir ohnehin so..
Spore->Keimung agar->agar->grain

Bei der letzten Runde nehme ich in der Regel alles was sauber ist,
Rhizomorphes Wachstum kann auch erst auf dem Substrat passieren und wird Imho auch total überbewertet.

[Supermagicmario]

Hey S.
beantwortet zwar Deine Fragen nicht,
doch die Idee/Tek finde ich Klasse, weil simpel:

https://www.youtube.com/watch?v=dS9-K8sH868&t=5s

Ja die methode habe ich beim aktuellen versuch auch bei ein paar kleinen weckgläser angewandt, welche ich zusätzlich als petris verwende. Diese habe ich mit impfport und spritzenfilter versehen. Das funktioniert auch recht gut und ist auch weniger konti anfällig da alles verschlossen bleibt

[Supermagicmario]

@fuchs:
Das mit dem aufreissen des pilzes vor der klonentnahme find ich super und besser als schneiden.

@dr_frankenstein:
-gute idee in batches zu arbeiten mit kleinen kisten.
-Das rizomorphes mycel auf getreide wieder wechseln kann und umgekehrt habe ich auch schon mal gehört.

Bei der nummerierung beschrifte ich jetzt mit bleistift auf kleine papierschnipsel, welche ich mit tesa ( ohne falten) auf die gläser klebe. Das ganze kann dann auch in den autoklaven und ist Desinfektionsmittel fest. Das datum habe ich bis jetzt weggelassen da es schon viel zu schreiben ist. Werde das aber mitaufnehmen der korrekte halber. Ich probiere mal so eine kleine beschriftungsmaschiene aus, denke aber das die tinte nicht Desinfektionsmittel fest ist.

Ich danke allen für die inputs.

[Earthcilium]

wilkommen im forum... mush love

Vielen dank

[Moq]

Ja, die Idee war, die versiegelten Löcher (2x2 an der langen Seite, 2x1 an der kurzen Seite, jeweils 4,5cm Durchmesser) demnächst zu öffnen und mit Micropore zu versehen. Die Frage ist, nur, wann ...
Habe bei Grows in Beuteln öfter mal mit fuzzy feet (vermutlich mangelnde FAE) zu tun gehabt. Sind eure Monotub-Erfahrungen, dass die FAE durch die gefiltergeklebten Lücher bereits gewährleistet ist? Die Feuchtigkeit in der Wanne ist bisher allein durchs Kondensieren des Substrats entstanden.

Monotubs sind ehrlich gesagt nicht mein Go to.
Einiges probiert, verschiedenste Anordnungen an löchern, mit micropore, komplett ohne, geflippter Deckel,
Vom Gedanken sind die großen Kisten ganz nett,
Allerdings bedeutet der große Luftraum auch, das sich dort sicher mehr Fremdsporen und Bakterien in der Kiste befinden werden, weil du den Innenraum eben niemals annähernd steril bekommst.
Tendenziell sind mir die monotubs immer schneller eingegangen als kleinere FU's wie Mini gewächshäuser oder showbox Format Kisten.
Entweder Konti, Substrat vertrocknet, oder auch einfach ne wesentlich schlechtere Performance in der fruchtung,
Da die RLF in der monotubs eben niemals so gut sein kann wie in einem behälter mit kleinerem Luftraum.
Im Grunde fruchtets halt eher schlecht als Recht, geht gleichzeitig schneller ein weil das Substrat schneller austrocknet.. Kisten kosten außerdem wesentlich mehr als kleiner boxxen..
Monotubs mit nem vollen pinset sind schwierig zu bekommen. In der Regel klappt das nur mit gut selektierten stämmen.

Ich mag monos nicht wie man offensichtlich lesen kann.

Edit: falls du die Frage beantwortet haben willst,
Ich würde das micropore einfach weglassen,
Falls du allerdings drauf bestehst die Versiegelung zu entfernen und mit micropore zu tauschen, mach es am besten wenn viele primordien zu sehen sind und sich die ersten richtigen Pins bilden.

Machst du in die Schuhboxen dann keine Löcher rein ?